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Merck
CN
主页转染和基因编辑细胞转染简介

细胞转染简介

转染定义及细胞转染方法

转染是将DNA、RNA或蛋白质引入真核细胞的过程,用于研究和调节基因表达。因此,转染技术作为分析工具,有助于表征遗传功能、蛋白质合成、细胞生长和发育。转染分析不仅可以促进细胞研究的进步,还可以加强药物研发策略。诸如病毒转染或病毒转导等类似策略则是利用慢病毒微粒将外源性物质插入到真核细胞中。而细菌转化则是细菌摄入外源性基因材料的水平基因转移过程。

转染类型

目前存在多种转染方法,包括物理、化学和生物技术方法。这些技术通常涉及利用瞬时或稳定转染方法将核酸掺入细胞中。

瞬时转染技术涉及将DNA引入细胞,但在该方法中,DNA不与细胞染色体整合。该技术具有较高的转染效率,并且可在1-4天后分析基因转录。对于哺乳动物细胞培养物的大规模瞬时基因表达(TGE),可以使用转染载体,例如聚乙烯亚胺(PEI)磷酸钙(CaPi)。此外,目前还开发出了在没有血清的情况下使用中国仓鼠卵巢(CHO)细胞的大规模TGE方法1

稳定转染技术涉及将转染的DNA整合到细胞染色体中或形成附加体。随后可以使用可选择标记鉴定稳定转染的细胞,这些标记包括二氢叶酸还原酶(DHFR)、潮霉素B磷酸转移酶(HPH)和腺苷脱氨酶(ADA)等。

部分常用的转染技术包括磷酸钙沉淀、脂质转染、电穿孔和病毒递送。另外,这些方法可用于共转染。这些技术涉及将两种不同的核酸同时输送到同一细胞中,并且通常用于实现稳定转染。转染方法已经发展出许多新方法,例如使用高速微粒输送细胞核酸的Biolistic输送系统,以及促进siRNA分子全身输送的体内转染方案。

转染类型

磷酸钙转染

磷酸钙转染技术涉及DNA和磷酸钙的沉淀。通过将含有磷酸钠的HEPES缓冲盐水溶液与氯化钙溶液和DNA混合来促进沉淀2。甘油休克通常用来增强某些细胞中的DNA摄取。

虽然这种技术具有成本效益,可用于多种细胞的瞬时或稳定转染,但pH值相对较小的变化(±0.1)就会影响转化效率。此外,必须保持试剂均质以实现可重现的分析结果。但这种转染方法在RPMI或其他具有高磷酸盐浓度的培养基中不起作用。

脂质体介导转染

脂质体介导转染(脂质转染)技术涉及使用能够形成脂质体的阳离子脂质或者非脂质聚合物。例如,脂质转染试剂可能含有DOTMA(N-[1-(2,3,-二油烯氧基)丙基]-N,N,N-三甲基铵氯化物)和X-tremeGENE™转染试剂,适于将多种DNA、小RNA和CRISPR/Cas9成分转染进多种细胞系中。经过相应修改,脂质转染也可以用于具有成本效益的高通量系统,但这种转染技术通常是细胞类型特异性的。

电穿孔转染

该技术涉及将细胞膜暴露于高强度电脉冲,这导致细胞的某些区域暂时失去稳定性。在这种瞬间失稳期间,细胞膜变得高度可渗透并允许各种外源分子进入,包括DNA4

电穿孔是一种简单的非化学技术,可以在各种细胞类型中产生高转化效率。尽管该技术不改变靶细胞形态和功能,但如果不在最佳条件下进行转染,该方法可导致细胞死亡。

病毒转染

该方法涉及使用病毒载体将核酸输送到细胞中。诸如慢病毒、腺病毒和肿瘤逆转录病毒载体等病毒递送系统,即使在复杂细胞中,也可转染核酸。

尽管病毒递送方法非常有效,但可能相当耗费人力。此外,大多数病毒需要控制和仔细监测生物安全水平。在进行病毒转染之前,考虑几种限制因素也很重要,例如病毒载体的裂解性质、细胞系包装和宿主细胞特异性。

选择转染试剂和实验方案

随着转染实验方案的发展和转染分析方法的日益简化,为了达到最佳转染效率,选择合适的转染试剂十分必要。

在考虑合适的转染试剂时,重要的是鉴定测定的细胞类型和培养条件。稀有细胞培养物、神经元和原代细胞通常较难转染,因此需要能够促进转染的试剂,对这种难以转染的细胞更是如此。

此外,在选择合适的转染剂之前,还应考虑试剂水平和细胞毒性参数。对于所需的细胞类型,理想的试剂应具有低细胞毒性和高转染效率。

产品编号 
名称描述特点及优点
XTG360-ROX-tremeGENE™ 360 DNA转染试剂用于将DNA、siRNA、miRNA和CRISPR/RNP转染到多种细胞系中的聚合物转染试剂。• 可有效递送siRNA/miRNA、质粒DNA和CRISPR/Cas9 物质
• 通过质粒DNA表达重组蛋白。
• 最大限度避免了细胞形态和诱导细胞毒性变化。
XTG9-RO


X-tremeGENE™ 9 DNA 转染非脂质体多成分试剂• 在原代细胞和肿瘤细胞系中实现更高的转染效率
•使用具有低细胞毒性效应的试剂生成生理相关数据。
• 使用简单一致的实验方案提高实验吞吐量并实现靶评估。
XTGHP-RO


 
X-tremeGENE™ HP DNA转染试剂
非脂质体多成分试剂,无动物源性成分。• 在原代细胞和肿瘤细胞系中实现更高的转染效率
•使用具有低细胞毒性效应的试剂生成生理相关数据。
• 使用简单一致的实验方案提高实验吞吐量并实现靶评估。
SITRAN-ROX-tremeGENE™ siRNA转染试剂脂质和其他成分的专利混合物,不含动物产品。• 在许多不同细胞类型中能敲除基因表达超过90%。
• 使用单一试剂进行基于siRNA和基于共转染的基因敲除实验,最大限度地提高了实验灵活性。
• 细胞毒性低
• 同时适用于含/不含血清的情形,无需更换培养基
NPT01
NeuroPorter™ 转染试剂盒独特的专利阳离子脂质配方,为将DNA递送到原代神经元、神经胶质细胞和培养的神经元细胞系中专门优化,效率高,毒性低

解决了诸如细胞活力差、转染效率低、神经退行性变等问题
• 针对原代神经元、神经胶质细胞和培养的神经细胞系进行了优化
• 毒性极低,无神经退行性变或树突退缩
• DNAl高效递送到原代神经元、神经胶质细胞和培养的神经细胞系
• 快速易用
• 同时适用含/不含血清的转染实验方案
L3287

Escort™ IV转染试剂独特的专利聚阳离子脂质和中性非转染脂质配方。• 适用于稳定和瞬时转染
• 针对多种细胞系进行了优化
• 毒性低
• 同时适用血清和无血清两种转染实验方案
• 特别适合昆虫细胞
L3037

Escort™ III 转染试剂独特的专利聚阳离子脂质和中性非转染脂质配方• 适用于稳定和瞬时转染
• 针对多种原代细胞进行了优化
• 毒性低
• 同时适用血清和无血清两种转染实验方案
• 特别适用于PC-12细胞
CAPHOS

磷酸钙转染试剂盒将DNA引入真核细胞的常用方法• 适用于瞬时和稳定转染
• 对于多种细胞类型具有可重现性
• 被广泛引用
• 价格低廉
DOTAP
DOTAP脂质体转染试剂用于将DNA、RNA和其他带负电荷的分子转染到真核细胞中的阳离子脂质体形成化合物• 比磷酸钙和DEAE转染效率可高100倍
• 毒性低于磷酸钙和DEAE转染
• 同时适用血清和无血清两种转染实验方案
• 适用体内转染实验方案
XTG360-ROX-tremeGENE™ 360 DNA转染试剂用于将DNA、siRNA、miRNA和CRISPR/RNP转染到多种细胞系中的通用聚合物转染试剂• 可有效递送siRNA/miRNA、质粒DNA和CRISPR/Cas9 物质
• 通过质粒DNA表达重组蛋白。
• 最大限度避免了细胞形态和诱导细胞毒性变化。
70967GeneJuice®转染试剂非脂质化学转染试剂,为最大限度提高转染效率、易用性并最小限度降低细胞毒性而优化。• 可高效完成DNA转染,同时适用于稳定转染和瞬时转染
• 最大限度降低了细胞毒性
• 同时兼容
• 实验方案简单—无需更换培养基
• 特别适合多孔板形式的高通量转染
72181293-Free™ 转染试剂为转染悬浮培养液中生长的HEK293细胞而优化的无动物来源成分多阳离子脂质体转染试剂。• 为瞬时转染HEK 293悬浮培养细胞而优化
• 非动物来源成分
• 最大限度降低了细胞毒性
• 实验方案可针对生产需要轻松扩大化
• 同时兼容含/不含血清的培养基
• 无需更换培养基
72622-MNovaCHOice® 转染试剂盒专为在中国仓鼠卵巢(CHO)细胞中生产哺乳动物蛋白而开发的优化转染试剂。• 增强了再某些培养基制剂中的表达
• 无动物来源成分
• 兼容多种化学成分明确的培养基制剂
• 转染后无需更换培养基
• 同时适用于瞬时和稳定转染
71115RiboJuice™ siRNA 转染试剂经过优化、易用的siRNA转染试剂,可最大限度降低毒性。 • 可将siRNA高效递送到多种哺乳动物细胞系中,以进行靶向基因抑制
• 兼容GeneJuice®转染试剂,用于共转染siRNA和质粒
• 可用于多种细胞系中的基因抑制
71259Insect GeneJuice®转染试剂专为最大限度提高Sf9昆虫细胞转染效率而优化的专有脂质体制剂。• 对细胞的毒性极低
• 同时适用于在含/不含无血清的培养基中进行的瞬时和稳定转染
• 用于共转染转移质粒与线性化病毒DNA,生产重组杆状病毒
• 特别适合通过悬浮培养转染进行大规模蛋白质表达
TR-1003聚乙烯感染/转染试剂一种利用逆转录病毒载体感染基因的哺乳动物细胞高效基因转染方法。• 增强了逆转录病毒感染的效率
• 用于介导DNA转染进多种类型的细胞
表 1我们的转染试剂产品线特点及优势

通用实验方案

下面给出了磷酸钙转染和脂质转染技术的通用实验方案,可供用户比较。有关详细的操作步骤,请参阅产品具体的实验方案。

磷酸钙转染实验方案
脂质介导转染实验方案

参考文献

1.
Derouazi M, Girard P, Van Tilborgh F, Iglesias K, Muller N, Bertschinger M, Wurm FM. 2004. Serum-free large-scale transient transfection of CHO cells. Biotechnol. Bioeng.. 87(4):537-545. https://doi.org/10.1002/bit.20161
2.
Ravid K, Freshney I. 1998. DNA Transfer to Cultured Cells. Wiley-Liss Inc..
3.
Felgner PL, Gadek TR, Holm M, Roman R, Chan HW, Wenz M, Northrop JP, Ringold GM, Danielsen M. 1987. Lipofection: a highly efficient, lipid-mediated DNA-transfection procedure.. Proceedings of the National Academy of Sciences. 84(21):7413-7417. https://doi.org/10.1073/pnas.84.21.7413
4.
Chang DC, Saunders JA, Chassy BM, Sowers AE. 1992. Overview of Electroporation and Electrofusion.1-6. https://doi.org/10.1016/b978-0-08-091727-6.50004-6
5.
Ausubel FM. 1995. Short Protocols in Molecular Biology. 3. New York: John Wiley & Sons.
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